瘢痕是机体损伤修复后形成的结果,它不仅影响患者的外观,而且导致严重的功能障碍,重者可出现溃疡、感染和癌变,危及生命.瘢痕的形成机制复杂,目前的研究虽然已经取得一定进展,但总体来说仍不十分清楚[1],人们尚不能有效地控制其发生和发展过程.当前,瘢痕的治疗方法很多,但都还不能达到完全满意的疗效,对瘢痕的防治目前仍然是医学难题[2].创伤是造成瘢痕的原因之一,笔者拟重点介绍对创伤性瘢痕防治的认识.

目的 比较人成熟期增生性瘢痕(hypertrophic scar,HS)皮肤和正常皮肤中真皮间充质干细胞(dermis mesenchymal stem cells,DMSCs)的生物学特性差异,为HS来源的DMSCs的临床应用及组织工程学研究奠定基础. 方法 取成熟期HS(瘢痕组)和正常皮肤(对照组)组织各20例,采用两步酶消化法分别提取和分选DMSCs,待两组细胞传代培养第3代时,分别观察其形态特点和检测其生长曲线;采用免疫细胞化学技术分别检测其细胞表面蛋白CD29、CD49及波形蛋白的表达情况;采用流式细胞术分别检测其细胞表面蛋白CD34、CD73、CD90及CD105表达阳性的细胞比例;采用RT-PCR法分别检测其Oct4基因和Nanog基因的表达,并利用诱导分化培养基分别检测其向成脂细胞、成骨细胞、成软骨细胞的分化能力. 结果 瘢痕组和对照组DMSCs形态和生长曲线基本一致,细胞标记物CD29、CD49、波形蛋白均呈阳性表达.瘢痕组和对照组CD34、CD73、CD90、CD105表达分别为[(0.60±0.03)％:(0.61±0.02)％]、[(98.90±0.80)％:(99.00±0.70)％]、[(98.30±0.30)％:(98.20±0.40)％]、[(93.10±0.40)％:(93.00±0.20)％](P均＞0.05);Oct4、Nanog基因表达量分别为[(0.506 ±0.024):(0.512 ±0.024)]和[(0.496 ±0.018):(0.494 ±0.023)](P均＞0.05).体外诱导培养DMSCs均可向成脂肪细胞、成骨细胞、成软骨细胞分化. 结论 成熟期HS含有DMSCs,其生物学特性与正常皮肤DMSCs的生物学特性基本一致.

目的 探讨人表皮中具有未分化特性的表皮干细胞和角质形成细胞之间微小RNA(micro-RNA,miRNA)表达谱的差异. 方法 (1)采用酶消化法和Ⅳ型胶原快速贴壁相结合的方法获得人原代表皮干细胞及角质形成细胞.倒置显微镜下观察培养细胞的生长状况,免疫细胞化学染色法行β1整合素、角蛋白1(keratin 1,CK1)、CK10、CK19单克隆抗体检测鉴定.(2)Trizol 一步法分别提取表皮干细胞和角质形成细胞总RNA,甲醛变性胶电泳质检.mirVanaTM miRNA分离试剂盒对其进行纯化,使用miRNA标记和杂交试剂盒进行荧光标记及芯片杂交,利用FeatureExtraction(V 10.7)软件对杂交图片进行分析,GeneSpring(GX 10.0)软件进行数据归一化及差异分析,同时应用RT-PCR法验证miRNA芯片结果的可靠性.(3)预测差异表达的miRNA的靶基因. 结果 (1)快速黏附于Ⅳ型胶原的细胞群培养3d能形成明显克隆,免疫细胞化学染色显示β1整合素及CK19呈阳性表达,为表皮干细胞;不能快速黏附于Ⅳ型胶原的细胞群培养3d无明显克隆形成,CK1及CK10呈阳性表达,为已分化角质形成细胞.(2)筛选出表皮干细胞中表达上调的miRNA 31个,表达下调的miRNA 153个.其中显著上调的miRNA有hsa-miRNA-125b-3p、hsa-miRNA-197-5p、hsa-miRNA-376a-3p等;显著下调的miRNA有hsa-miRNA-203、hsa-miRNA-29b-3p、hsa-miRNA-34a-3p等.其中上调的hsa-miRNA-197-5p和下调的hsa-miRNA-29b-3p的RT-PCR验证结果与芯片检测结果具有较好的一致性.(3)部分miRNA靶基因预测提示miRNA与细胞增殖分化、凋亡衰老等生物学特性有关. 结论 人表皮干细胞与角质形成细胞的miRNA表达存在明显差异,可能与两者不同的增殖分化能力等生物学特性有关.